N2O 是强力温室气体, 其温室效应是CO2的200~300 倍｡据统计,全球每年在污水处理过程中排放的N2O 为0.3×1012~3.0×1012 kg, 占全球N2O 排放总量的2.5% ~25%〔1〕｡由于污水处理的多样性和复杂性,有效控制污水处理过程中N2O 的排放任重而道远｡
污水脱氮中的N2O 排放是微生物与其周围环境共同作用的结果, 环境条件和微生物之间是内外因关系,环境因素通过微生物影响N2O 排放｡研究表明,参与污水脱氮的微生物(如硝化菌､反硝化菌等)在N2O 的产生能力上存在较大差异〔2-3〕｡如果某污水脱氮系统中微生物群落由N2O 产生能力强的菌组成,那么该系统的N2O 排放量就可能高,反之亦然｡这是污水脱氮中微生物群落影响N2O 排放的可能途径｡近年来, 为了有效控制污水脱氮中N2O的排放,国内外学者围绕pH､DO､C/N､泥龄､底物浓度等不同环境因素对N2O 排放的影响进行了一些研究〔4-5〕｡但迄今为止,很少涉及到污水脱氮中微生物群落对N2O 排放的影响｡
笔者在不同NH4+浓度下研究了系统氮素转化效率与微生物群落对N2O 排放的影响,以期为有效控制污水处理中N2O 的排放提供参考｡
1 材料与方法
1.1 实验装置及工艺
实验采用内径260 mm､高360 mm 的圆柱形SBR 反应器,其有效容积为15 L｡以黏砂块作为微孔曝气器, 采用鼓风曝气, 以转子流量计控制曝气量｡
1.2 种子污泥及实验用水
种子污泥取自当地某制药厂污水处理池｡研究采用模拟污水, 模拟污水由葡萄糖､(NH4)2SO4､NaHCO3､NaCl､CaCl2､KH2PO4､MgSO4˙7H2O 配制而成｡模拟污水的pH 为7 左右, 反应过程中不再调pH｡
1.3 污泥驯化及实验方法
将2 000 mg/L 的种子污泥置于SBR 反应器,在室温条件下进行驯化, 实验期间水温为25~28 ℃｡SBR 系统的实验工序为瞬时进水0.5 h､曝气搅拌5 h､缺氧搅拌2 h､沉淀排水1 h 及闲置,每天运行1~2 个周期｡曝气阶段的曝气强度为2.5 L/min｡污泥驯化阶段,好氧硝化段进水NH4+为40 mg/L,COD 为400 mg/L,缺氧反硝化段补充加入COD 200 mg/L｡经过40 d 左右的驯化,当污泥质量浓度达到4 000mg/L 左右, 总氮和COD 去除率稳定达到95%以上时,认为污泥驯化结束｡
当系统稳定运行时,在NH4+质量浓度为20､40､60 mg/L 的条件下, 分析了氮素转化过程中的N2O排放及微生物群落特征｡其他条件和污泥驯化时的工艺条件相同｡
1.4 反应气采集及N2O浓度测定
SBR 工艺曝气阶段, 从气体排放口中直接采集反应气;缺氧反硝化段,以吹出的方式采集反应器中液体表面的反应气｡
气样中N2O 的浓度用气相色谱仪电子捕获检测器(ECD)进行检测｡检测条件:柱温40 ℃､进样口温度60 ℃､检测器温度330 ℃,柱子采用Porapak Q毛细管柱, 载气为纯氮｡实验中,N2O 标准气(5.27μmol/mol)由南京麦克斯公司提供｡
1.5 其他化学指标分析
污水COD､NH4+-N､NO3--N､NO2--N 等指标的测定采用国家环境保护总局发布的标准方法〔6 〕｡1.6 微生物群落分析实验采用PCR-DGGE(Polymerase Chain Reaction-Denaturing Gradient Gel Electrophoreses)方法,分析不同NH4+-N 浓度下的微生物群落特征｡污泥样品前处理､总DNA 提取及纯化按文献〔7〕的方法进行｡使用通用引物P2(5’-ATTACCGCGGCTGCTGG-3’) 和P3 (5’ -CGCCCGCCGCGCGCGGCGGGGGGGGGGGCACGGGGGGCCTACGGGAGGCAGCG-Ag-3’)扩增基因组总DNA 16S rDNA V3 区,PC 扩增体系和程序见文献〔8〕｡聚丙烯酰胺的变性梯度范围为35%~60%,DNA 扩增产物上样量为200 ng 左右｡200 V 电压下,1×TAE 缓冲液中电泳240 min｡电泳完毕后,用0.5 mg/L 的溴化乙锭染色,上UVI 成像系统成像｡所得图像用BIO-RAD QUANTITYONE 4.0 软件进行分析｡
2 结果与分析
2.1 氮素转化与N2O 排放
不同NH4+浓度下SBR 系统中的总氮变化如图1 所示｡
由图1 可见, 当NH4+质量浓度为20､40 mg/L时,总氮被有效去除,总氮去除时期分别为第3 小时和第7 小时;而当NH4+质量浓度为60 mg/L 时,在整个脱氮周期内总氮去除率只有75%左右｡
工艺进程中SBR 系统的N2O 排放情况如图2所示｡
由图2 可见,不同NH4+浓度下SBR 系统的N2O排放量有明显差异｡如在一个脱氮周期内,当NH4+质量浓度分别为20､40､60 mg/L 时,N2O 排放量分别为1.16､17.33､89.85 mg｡
分析发现, SBR 系统中NH4+转化速率与脱氮中N2O-N 所占的比例呈负相关｡如当NH4+质量浓度为20 mg/L 时, 系统运行至第2 小时时NH4+全部转化( 见图3), 此时系统脱氮中N2O-N 所占比例为0.25%; 当NH4+质量浓度为40 mg/L 时, 系统中的NH4+到第3 小时时全部转化, 和20 mg/L 时相比,NH4+转化时期推迟1 h, 此时系统脱氮中N2O-N 所占比例为1.84%;而当NH4+质量浓度为60 mg/L 时,NH4+的转化明显受到抑制,此时SBR 系统N2O 排放迅速增加(见图2),脱氮中N2O-N 所占比例上升至6.35%｡实验中,随着NH4+浓度的提高,系统脱氮中N2O-N 所占比例最大相差25 倍之多｡
2.2 N2O 排放时期实验中, 在SBR 工艺的好氧硝化段, NH4+转化的同时总氮也呈下降趋势(见图1､图3),表明在好氧硝化段发生了同时硝化反硝化脱氮作用(SND)｡在一个脱氮周期内,当SBR 系统硝化反硝化作用顺利进行､系统有效脱氮时,系统N2O 排放时期主要在好氧硝化段的同时硝化反硝化阶段(见图2)｡如本实验中,当NH4+质量浓度为20､40 mg/L 时,系统同时硝化反硝化阶段分别在0~2 h 和0~3 h(见图1､图3),在此阶段系统排放的N2O 占总N2O 排放量的95%以上｡而当系统氮素转化明显受到抑制时(见图3),如当NH4+质量浓度为60 mg/L 时,不仅同时硝化反硝化过程中大量排放N2O, 而且缺氧反硝化段也有可观的N2O 排放(见图2)｡
2.3 微生物群落特征
采用PCR-DGGE 技术, 分析了不同NH4+浓度下的微生物群落特征, 结果如图4 所示｡泳道1 和2､3 和4､5 和6 分别是NH4+质量浓度为20､40､60mg/L 时好氧硝化段和缺氧反硝化段的污泥样｡
由图4 可知, 每个条带代表一个可能的细菌类群或可操作分类单位(OTU), 条带数越多说明生物多样性越丰富, 条带染色后的荧光强度则反映该细菌的丰富度｡分析发现,不同NH4+浓度下条带分布不尽相同, 如条带a~d 是NH4+质量浓度为20､40mg/L 时所共有的条带, 当NH4+质量浓度提高到60mg/L 时,这些条带消失或明显减弱;条带e 和h 是NH4+质量浓度为60 mg/L 时特有的条带;条带f､g 和i 是不同NH4+浓度下所共有的条带等｡实验结果表明,随着NH4+浓度的提高,系统中微生物群落结构发生了相应变化｡
采用BIO-RAD QUANTITY ONE 4.0 软件, 对PCR-DGGE 图谱中微生物群落的相似性进行了UPGMA 聚类分析,见图5｡其中1 和2､3 和4､5 和6 号样分别是NH4+质量浓度为20､40､60 mg/L 时好氧硝化段和缺氧反硝化段的污泥样｡相似性系数(Cs)为:
Cs=2j/(a+b)
式中:a､b———分别为DGGE 图谱中相比较2 个泳道的条带数目;
､j———共有的条带数目｡
Cs 越大,表示微生物群落的相似性就越高｡结果发现:(1)在相同的NH4+浓度条件下,好氧硝化段和缺氧反硝化段微生物群落的相似性均在0.9 以上,表明在一个脱氮周期内的SBR 工艺的不同阶段(好氧硝化和缺氧反硝化段),微生物群落较为稳定;(2) 从不同NH4+浓度下的微生物群落特征来看,NH4+质量浓度从20 mg/L 提高到40 mg/L 时,SBR 系统微生物群落的相似性为0.87,当NH4+质量浓度进一步提高到60 mg/L 时, 和前2 个NH4+浓度下(20､40 mg/L)的微生物群落相比,其相似性下降到0.58,表明NH4+质量浓度为20､40 mg/L 下的微生物群落相似性较高,但和NH4+质量浓度为60 mg/L 相比,微生物群落发生明显差异｡
实验中,NH4+质量浓度从20 mg/L 提高到40mg/L 时,SBR 系统微生物群落较为稳定(Cs 为0.87),认为此时系统N2O 排放主要受到氮素转化的影响;当NH4+质量浓度进一步提高到60 mg/L 时,系统微生物群落发生明显变化(Cs 为0.58),认为此时污水脱氮中N2O 排放不仅受到氮素转化的影响,同时还受到微生物群落变化的影响｡可见,污水处理过程中,当环境条件发生剧烈变化时,微生物群落的变化对N2O 排放的影响值得重视｡具体参见http://www.dowater.com更多相关技术文档。
3 结论
(1)随着NH4+转化效率的下降,SBR 系统脱氮中N2O-N 所占比例增加｡实验中,不同NH4+浓度下,脱氮中N2O-N 所占比例在0.25%~6.35%之间｡
(2)SBR 系统中,当氮素转化顺利进行时,N2O排放时期主要局限在好氧硝化段的同时硝化反硝化阶段,而当氮素转化受到抑制时,好氧硝化段和缺氧反硝化段均有大量的N2O 排放｡
(3)不同NH4+浓度下,SBR 系统微生物群落发生相应变化｡相同的NH4+浓度下,SBR 系统好氧硝化段和缺氧反硝化段的微生物群落较为稳定｡
